تأثير الإجهادين الملحي والأزموزي في نشاط بعض الأنزيمات المضادة للأكسدة والصفات البيوكيميائية في نبات الونكا
الشريط الجانبي للمقالة
محتوى المقالة الرئيسي
الملخص
الملخص
نُفذت التجربة في الهيئة العامة للتقانة الحيوية في سورية، خلال الموسم الزراعي 2018/2019، لمعرفة تأثير الإجهادات اللاأحيائية (الملوحة، والإجهاد الأزموزي) في نشاط بعض الأنزيمات المضادة للأكسدة، وبعض الصفات البيوكيميائية في نبات الونكا. وضعت التجربة وفق التصميم العشوائي التام، بواقع ثلاثة مكررات. عُقمت البذور بمحلول NaOCl (0.5%)، وزرعت في أنابيب اختبار تحتوي على الوسط المغذي MS، وبعد نجاح الزراعات التأسيسية، نُقلت النبيتات إلى أوساط الإكثار المدعمة بالأكسينات NAA (1 مغ.ل-1) والسيتوكينات BA (2 مغ.ل-1). تمّ استحداث الكالس من وريقات نبات الونكا باستعمال الوسط المغذي MS المدعم بـكلٍ من NAA (1 مغ.ل-1) و KIN (2 مغ.ل-1)، بعدها تمَّ تعريض الكالس لمستوياتٍ متزايدة من الإجهاد الأزموزي المُصطنع بإضافة سكر البولي إيثيلين جلايكول (PEG-6000) (-0.2، -0.3، -0.4، -0.5 Mpa)، والملحي (NaCl) (25، 50، 75، 100 mM) على التتابع كعاملٍ مجهد. أظهرت النتائج أنَّ نسبة الذائبات المتسربة كانت الأعلى معنوياً عند تطبيق الإجهادين الملحي والأزموزي (28.04، 26.98% على التوالي) بالمقارنة مع الشاهد (8.563%). وكان محتوى النبات من مركب المالوندي ألدهيد (MDA) الأعلى معنوياً عند تطبيق الإجهاد الملحي (102.3 ميكرومول.غ-1 وزن رطب)، بالمقارنة مع الأزموزي (79.41 ميكرومول.غ-1 وزن رطب)، في حين كان الأدنى معنوياً في معاملة الشاهد المعتمد للمقارنة (37.76 ميكرومول.غ-1 وزن رطب). لوحظ وجود زيادة معنوية في محتوى البرولين عند تطبيق الإجهادين الملحي والأزموزي (4.623، 4.243 ميللي مول.غ-1 وزن رطب على التوالي) بالمقارنة مع الشاهد (2.477 ميللي مول.غ-1 وزن رطب(. وازداد معنوياً نشاط الأنزيمات المضادة للأكسدة (CAT، APX، SOD) في معاملة الإجهاد الملحي (506.9، 12270.02، مول. د-1.مغ-1 بروتين، 191.4 وحدة.مغ-1 بروتين على التوالي) بالمقارنة مع معاملة الإجهاد الأزموزي (259.4، 7106.22 مول. د-1.مغ-1 بروتين 65.60 وحدة.مغ-1 بروتين على التوالي)، في حين كان الأدنى معنوياً في الشاهد (126.9، 1800.38 مول. د-1.مغ-1 بروتين 36.03 وحدة.مغ-1 بروتين على التوالي).
تفاصيل المقالة
هذا العمل مرخص بموجب Creative Commons Attribution 4.0 International License.
كيفية الاقتباس
المراجع
Mishra JN, Verma NK. A brief study on Catharanthus roseus: A review. Int. J. Res. Pharm Pharm. Sci. 2017 Mar; 2(2):20-23
Paeizi M A, Karimi FA, Razavi KH. Changes in medicinal alkaloids production and expression of related regulatory and biosynthetic genes in response to silver nitrate combined with methyl jasmonate in Catharanthus roseus in vitro propagated shoots. Plant Physiol Biochem. 2018 Nov;132:623-632
Yang L, Wen KS, Ruan X, Zhao YX, Wei F, Wang Q. Response of Plant Secondary Metabolites to Environmental Factors. Molecules (Basel, Switzerland). 2018 Mar;23(4):762-818
Tolambiya PR, Mathur SU. A Study on Potential Phytopharmaceuticals Assets in Catharanthus roseus L. (Alba). Int J Life Sci Biotechnol Pharma Res.2016 Jun; 5 (1):1-6
Sharma AB, Amin DH, Sankaranarayanan A, Arora RA, Mathur AK . Present status of Catharanthus roseus monoterpenoid indole alkaloids engineering in homo- and hetero-logous systems. Biotechnol Lett. 2020 Jan;42(1):11-23
Taha HS, ELbhar MK, Sief EL Naser MM. In vitro studies on Egyptian Catahranthus roseus (L.) Effect of biotic and abiotic stress indole alkaloids production. J Appl Sci Res. 2009 5(10):1826-1831
Ahirrao RA, Kadambande DS, Chavan GM. Herbal Drugs Used in Treatment of Cancer. Int. j. pharma chem. res.2017 Apr; 3(21): 182-189
Barrales-Cureño HJ. Pharmacological applications and in vitro biotechnological production of anticancer alkaloids of Catharanthus roseus. Biotecnol Apl. 2015 32 (1):1101-1110
Verma S, Nizam S, Verma P K. Biotic and abiotic stress signaling in plants.2013;1:25-49.In book,Stress Signaling in Plants: Genomics and Proteomics Perspective. Edition: Volume 1. Publisher: Springer Science, New York, USA
Lesk C, Rowhani P, Ramankutty N. Influence of extreme weather disasters on global crop production. Nature. 2016 Jan; 529(7584):84-87
Fouad A S, and Hafez RM. Effect of cobalt nanoparticles and cobalt ions on alkaloid production and expressing of CrMPK3 gene in Catharanthus roseus suspension cultures. Cell. Mol. Biol. 2018 Sep;64(12):62-69
Amirjani M R. Effects of Cadmium on Wheat Growth and Some Physiological Factors. IJFSE. 2012 2(1):50-58
Rahbarian R, Khavari-Nejad R, Ganjeali A, Bagheri A, Najafi F. Drought Stress Effects on Photosynthesis, Chlorophyll Fluorescence and Water Relations in Tolerant and Susceptible Chickpea (Cicer Arietinum L.) Genotypes. Acta biol cracov bot. 2011;53(1): 47-56
Chakraborty U, Pradhan B. Oxidative stress in five wheat varieties (Triticum aestivum L.) exposed to water stress and study of their antioxidant enzyme defense system, water stress responsive metabolites and H2O2 accumulation. Braz.J.plant.physiol. 2012; 24(2):17-130
Gill S, Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants, Plant PhysiolBiochem. 2010 Dec;48(12):909-930
Wang T Y, Libardo M, Angeles-Boza A M, Pellois J P. Membrane Oxidation in Cell Delivery and Cell Killing Applications. ACS chem Biol. 2017;12(5):1170-1182
El-Beltagi H S, Ahmed O K, El-Desouky W W. Effect of low doses γ-irradiation on oxidative stress and secondary metabolites production of rosemary (Rosmarinus officinalis L.) callus culture, Radiat. Phys. Chem. 2011;80(9): 968-976
Abnosi M H, Mahdeih M, Amirjani M R, Ahar R. Exogenous Nitric oxide (NO) induced oxidative stress and increased production of secondary metabolites in Catharanthus roseus Callus Cells. J.plant pro.fun. 2017 Sep;6(20):49-56
Per TS, Khan MIR, Anjum NA, Masood A, Hussain SJ, Khan NA. Jasmonates in plants under abiotic stresses: crosstalk with other phytohormones matters. Environ. Exp. Bot. 2018;145:104-120
Anjum S A, Ashraf U, Tanveer M, Khan I, Hussain S, Shahzad B, et al. Drought Induced Changes in Growth Osmolyte Accumulation and Antioxidant Metabolism of Three Maize Hybrids. Front.Plant Sci. 2017 Feb (6):8-69.
Ahmad P, Alyemeni MN, Ahanger MA, Wijaya L, Alam P, Kumar A, et al. Upregulation of antioxidant and glyoxalase systems mitigates NaCl stress in Brassica juncea by supplementation of zinc and calcium. J.Interact, 2018 Mar;13(1):151-162
Erik NI, Marta TE, Rino CE. Improvement of phytochemical production by plant cells and organ culture and by genetic engineering. Plant Cell Rep . 2019 May;38(10):1199-1215
Ochoa-Villarreal M, Howat S, Hong S, Jang M O, Jin Y W, Lee E K, et al. Plant cell culture strategies for the production of natural products. BMB reports. 2016 Mar; 49(3):149-158
Murashige T, Skoog F. A revised Medium for Rapid growth and bioassays with Tobacco tissue culture. Plant physic. 1962;15(3): 473-479
Alaakel SO, AL-Ouda A, AL-Ammouri Y. Effect of Growth Regulator Combinations on Micropropagation of Madagascar Periwinkle (Catharanthus roseus L.). J.Agri.Sci. Damascus Univ. in press
Alaakel SO, AL-Ouda A, AL-Ammouri Y. Effect of harmonic Combinations on Callus Induction and formation from Shoots and Leaves of Madagascar Periwinkle (Catharanthus roseus L.). J.Agri.Sci. Damascus Univ. in press
Leopold A C, Musgrave M E, Williams K M. Solute leakage resulting from leaf desiccation. Plant physiol. 1981;68: 1222-1225
Metwally A, Finkemeier I, Georgi M, Dietz K J. Salicylic acid alleviates the cadmium toxicity in barley seedlings. Plant Physiol. 2003 May;132(1): 272-281
Feki FJ, Quintero H, Khoudi A. Constitutively active form of a durum wheat Na+/H+ antiporter SOS1 confers high salt tolerance to transgenic Arabidopsis, Plant Cell Rep. 2014 Feb;33(2):277-288
Ben O, Ellouzi H, Planchais S. Phospholipases D