الفعالية المضادة للبكتريا لدقائق الفضة النانوية المصنعة بواسطة المستخلص المائي لنبات القرطم حاد الشوك ضد البكتريا المقاومة للمضادات الحيوية
محتوى المقالة الرئيسي
الملخص
اصبحت البكتيريا المقاومة للمضادات الحيوية مشكلة عالمية نتيجة للاستخدام غير المبرمج للمضادات الحيوية مما أدى إلى ظهور سلالات بكتيرية مقاومة للعديد من المضادات الحيوية، أو لجميع المضادات الحيوية المتاحة. تعد النباتات مصدر جيد للأيضات الأولية والثانوية التي لها دور رئيسي في اختزال نترات الفضة إلى دقائق الفضة النانوية silver nanoparticles (AgNPs). تم في الدراسة الحالية إنتاج هذه الجسيمات النانوية باستخدام المستخلص المائي لنبات القرطم حاد الشوك Carthamus oxycantha M.Bieb كمواد مختزلة لنترات الفضة. وامكن التحقق من تكون دقائق الفضة النانوية بواسطة تغير لون مزيج التفاعل من الاصفر الى البني الغامق بسبب مايسمى بظاهرة surface plasmon resonance . ووصفت تلك الدقائق النانوية AgNPs بواسطة التحليل الطيفي للأشعة فوق البنفسجيةUv-Vis spectrophotometer، حيث سجلت قمة الطيف عند الطول الموجي 425 نانومتر. وفحصت هذه الدقائق ايضا باستخدام طيف الاشعة تحت الحمراء Fourier Transformation –infrared (FTIR) لغرض تحديد المجاميع الفعالة للمستخلص النباتي التي اسهمت في تكوين دقائق الفضة النانوية. ووجد أن البروتينات والفينولات لها دور رئيسي في تكوين تلك الدقائق النانوية. ومن اجل معرفة احجام واشكال تلك الدقائق النانوية فقد فحصت بالمجهر الالكتروني الماسح Scanning Electron Microscope (SEM) وسجلت الدراسة الحالية بان أحجام تلك الدقائق تراوحت بين 50-80 نانومتر وذات اشكال كروية. تم اختبار الفعالية المضادة للبكتيريا المدروسة المقاومة المعدودة لبعض المضادات الحيوية(MDR)، والمقاومة للعديد من المضادات الحيوية (XDR)، والبكتيريا المقاومة لجميع المضادات الحيوية المعروفة (PAN) وبتراكيز تراوحت بين 1000-63 ميكروغرام / مل. أظهرت النتائج وجود اختلافات معنوية مابين التراكيزفي تثبيطها للبكتريا المدروسة ، كما أظهرت البكتريا المختبرة اختلافات معنوية في حساسيتها لدقائق الفضة النانوية. وبينت النتائج إلى وجود علاقة طرديةبين نوع المقاومة البكتيرية للمضادات الحيوية ومقاومتها لـتلك الدقائق ، فالبكتريا Enterobacter cloacae EN2 كانت البكتيريا الأكثر مقاومة لـ AgNPs في هذه الدراسة وهي في نفس الوقت كانت مقاومة لجميع المضادات الحيوية (PAN) ، بينما سجلت Escherichia coli E11 أكثر أنواع البكتيريا حساسية لـ AgNPs ومقاومتها لـ 3 مضادات حيوية فقط.
الاستخدام غير المبرمج للمضادات الحيوية ، مما يؤدي إلى سلالات بكتيرية مقاومة للكثير
المضادات الحيوية ، أو جميع المضادات الحيوية المتاحة. النباتات هي مصدر جيد للابتدائي و
المستقلبات الثانوية التي لها دور رئيسي في تقليل نترات الفضة إلى الفضة
الجسيمات النانوية (AgNPs). تم إنتاج هذه الجسيمات النانوية باستخدام
مستخلص مائي من Carthamus oxycantha M.Bieb. يمكن التحقق من ذلك عن طريق تغيير اللون
من محلول رد الفعل من الأصفر إلى البني الداكن بسبب إثارة
رنين البلازمون السطحي. تميزت AgNPs بواسطة التحليل الطيفي للأشعة فوق البنفسجية ، حيث
الذروة المسجلة عند 425 نانومتر. تم إجراء تحويل فورييه تحت الأحمر (FTIR) إلى
تحديد المجموعة النباتية الفعالة التي تساهم في تكوين AgNPS وكان
وجدت أن البروتينات والفينولات لها دور رئيسي في تكوين تلك
الجسيمات النانوية. تميزت أشكال وأحجام AgNPs المركبة عن طريق المسح
مجهر إلكتروني (SEM) مع نطاق 50-80 نانومتر في الحجم وكروي في الأشكال.
تم اختبار النشاط المضاد للبكتيريا من AgNPs ضد البكتيريا المقاومة للأدوية المتعددة
(MDR) ، ومقاومة المضادات الحيوية للغاية (XDR) ، والبكتيريا المقاومة للأدوية (PAN) ،
تم إجراء بتركيزات تتراوح بين 1000-63 ميكروغرام / مل. وأظهرت النتيجة أن
تركيزات 1000-125 ميكروغرام / مل تمنع جميع السلالات البكتيرية المختبرة باستثناء S1
تفاصيل المقالة
هذا العمل مرخص بموجب Creative Commons Attribution 4.0 International License.
كيفية الاقتباس
المراجع
Baptista PV, McCusker M P, Carvalho A, Ferreira D A, Mohan N M, Martins M, et al. Nano-Strategies to Fight Multidrug Resistant Bacteria—“A Battle of the Titans.” Front Microbiol . 2018 July; 9: 1-26.
Vivas R, Barbosa AA, Dolabela SS, Jain S. Multidrug-resistant bacteria and alternative methods to control them: an overview. Microb Drug Resist. 2019 Jul 1;25(6):890-908.
Zhang Y, Chen XL, Huang AW, Liu SL, Liu WJ, Zhang N, et al. Mortality attributable to carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa bacteremia: a meta-analysis of cohort studies. Emerg Microbes Infect. 2016 Jan 1;5(1):1-6.
-Yadi M, Mostafavi E, Saleh B, Davaran S, Aliyeva I, Khalilov R, et al. Current developments in green synthesis of metallic nanoparticles using plant extracts: a review. Artif Cells Nanomed Biotechnol . 2018 Nov 12;46(sup3):S336-43.
Yang, X. A study on antimicrobial effects of nanosilver for drinking water disinfection. Springer Theses.2017; 1: 13-36.
Nadkarni, K. M. Indian Materia Medica. Popular prakashan , Bombay, Vol. 1, 1976,pp. 469-470.
Chopra RN, Chopra IC, Handa KL , Kapur LD. Chopra’s Indigenous Drugs of India. 1982,2nd ed, Academic Publishers, Calcutta, New Delhi, pp.505-506.
Anjani K. Genetic variability and character association in wild safflower (Carthamus oxyacantha). Indian J. Agric. Sci. 2005;75(8):516-8.
Dhanani T, Shah S, Gajbhiye NA, Kumar S. Effect of extraction methods on yield, phytochemical constituents and antioxidant activity of Withania somnifera. Arab. J. Chem. 2017 Feb 1;10:S1193-9.
Shankar SS, Rai A, Ahmad A, Sastry M. Rapid synthesis of Au, Ag, and bimetallic Au core–Ag shell nanoparticles using Neem (Azadirachta indica) leaf broth. J Colloid Interface Sci. 2004 Jul 15;275(2):496-502.
Elbeshehy EK, Elazzazy AM, Aggelis G. Silver nanoparticles synthesis mediated by new isolates of Bacillus spp., nanoparticle characterization and their activity against Bean Yellow Mosaic Virus and human pathogens. Front Microbiol . 2015 May 13;6:453.
Islam M, Yesmin R, Ali H, Ayshasiddeka , Karmakar PC, Habib R, et al. Antineoplastic Properties of Phyto-synthesized Silver Nanoparticles from Hibiscus Sabdariffa Linn. Bark Extract. CAJMS. 2018; 4:281-292.
Yu C, Tang J, Liu X, Ren X, Zhen M, Wang L. Green biosynthesis of silver nanoparticles using Eriobotrya japonica (Thunb.) leaf extract for reductive catalysis. Materials. 2019 Jan;12(1):189.
Lalitha A, Subbaiya R, Ponmurugan P. Green synthesis of silver nanoparticles from leaf extract Azhadirachta indica and to study its anti-bacterial and antioxidant property. Int J Curr Microbiol App Sci. 2013; 2: 228–35.
Anil Kumar V, Ammani K, Jobina R, Parasuraman P, Siddhardha B. Larvicidal activity of green synthesized silver nanoparticles using Excoecaria agallocha L. (Euphorbiaceae) leaf extract against Aedes aegypti . IET Nanobiotechnol. 2016; 10(6): 382–388.
Aboutorabi S N, Nasiriboroumand M, Mohammadi P, Sheibani H, Barani H. Biosynthesis of Silver Nanoparticles Using Safflower Flower: Structural Characterization, and Its Antibacterial Activity on Applied Wool Fabric. JIOPM. 2016; 28 (6): 2525-2532.
Mittal A K, Chisti Y, Banerjee U C. Synthesis of metallic nanoparticles using plant extracts. Biotechnol Adv. 2013; 31(2): 346–356.
Masum M, Siddiqa M M, Ali K A, Zhang Y, Abdallah Y, Ibrahim E, et al. Biogenic Synthesis of Silver Nanoparticles Using Phyllanthus emblica Fruit Extract and Its Inhibitory Action Against the Pathogen Acidovorax oryzae Strain RS-2 of Rice Bacterial Brown Stripe. Front Microbiol. 2019 Apr 26; 10:820.
Ayad ZM, Ibrahim OMS, Omar LW. Biosynthesis and characterization of silver nanoparticles by silybum marianum (silymarin) fruit extract. Adv. Anim. Vet. Sci. 2019;7: 122-130.
Kumar D, Chadda S, Sharma J, Surain P. Syntheses, Spectral Characterization, and Antimicrobial Studies on the Coordination Compounds of Metal Ions with Schiff Base Containing Both Aliphatic and Aromatic Hydrazide Moieties. Bioinorg Chem Appl. 2013 Oct 3;2013: 981764.
Shah A T, Din M I, Bashir S, Qadir M A, Rashid F. Green Synthesis and Characterization of Silver Nanoparticles UsingFerocactus echidneExtract as a Reducing Agent. Anal. Lett. 2015 May 3;48(7):1180-9.
Kumar B, Jalodia K, Kumar P, Gautam HK. Recent advances in nanoparticle-mediated drug delivery. J. Drug Deliv. Sci. Technol. 2017; 41: 260–268.
Kumar PV, Pammi SV, Kollu P, Satyanarayana KV, Shameem U. Green synthesis and characterization of silver nanoparticles using Boerhaavia diffusa plant extract and their anti bacterial activity. Industrial Crops and Products. 2014 Jan 1;52:562-6.
Parameshwaran R, Kalaiselvam S, Jayavel R. Green synthesis of silver nanoparticles using Beta vulgaris: Role of process conditions on size distribution and surface structure. Materials Chemistry and Physics. 2013; 140(1): 135–147.
Finley P J, Norton R, Austin C, Mitchell A, Zank S, Durham P. Unprecedented silver resistance in clinically isolated Enterobacteriaceae: major implications for burn and wound management. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59: 4734–4741.
Pelgrift RY, Friedman AJ. Nanotechnology as a therapeutic tool to combat microbial resistance. Adv. Drug Deliv. Rev. 2013 Nov 30;65(13-14):1803-15.
Graves Jr JL, Tajkarimi M, Cunningham Q, Campbell A, Nonga H, Harrison SH, Barrick JE. Rapid evolution of silver nanoparticle resistance in Escherichia coli. Front. Genet. 2015 Feb 17;6:42.
Hemeg H A. Nanomaterials for alternative antibacterial therapy. Int. J. Nanomed.2017; 12, 8211–8225.
Panáček A, Kvítek L, Smékalová M, Večeřová R, Kolář M, Röderová M, et al. Bacterial resistance to silver nanoparticles and how to overcome it. Nat. Nanotechnol.2017; 13(1): 65–71.
Slavin YN, Asnis J, Häfeli UO, Bach H. Metal nanoparticles: understanding the mechanisms behind antibacterial activity. J Nanobiotechnology. 2017 Oct 3;15(1):65.