انتاج الايثانول الحياتي من الخميرةCandida tropicalis المعزولة من روث الخراف
DOI:
https://doi.org/10.21123/bsj.2023.6743الكلمات المفتاحية:
الايثانول الحيوي , Candida tropicalis, سليليز , روث , الظروف المثلى ,تحملالملخص
تلعب الكائنات المجهرية دور اساسي وفعال في مجال التقنيات الاحيائية و تعتبر الخمائر خير مثال على ذلك خصوصا بعض الاجناس مثل Saccharomyces, Pichia, and Candida.
C.tropicalis من اهم الانواع التابعة للجنس Candida فبالرغم من كون هذا النوع احد المسببات الرئيسة لاصابة المبيضات الا انة يتميز بدور كبير في انتاج العديد من المركبات الكيميائية . عزل النوع C.tropicalis في هذه الدراسة من روث الاغنام وتم التشخيص باستخدام الطرق المظهرية وكذلك استخدم التشخيص الجزيئي وقد اوضحت نتائج قراءة التتابعات للقواعد النيتروجينة للقطعة الجينية ITS وجود تماثل بنسبة 100% بين العزلة المدروسة والعزلات الاخرى المدرجة في بنك الجينات الياباني كما تم ادراج هذه العزلة في البنك ذاته. اظهرت العزلة قابلية ملحوظة على تحمل الايثانول في الوسط الزرعي حيث تمكنت من تحمل تركيز 6% من الايثانول في الوسط الزرعي , وتمكنت من انتاج الكحول الاثيلي في الوسط الزرعي السائل بنسبة 4% تحت الظروف المثلى المتمثلة بالوسط YEPDB وسط خلاصة الخميرة مع الببتون والدكستروز ودرجة حرارة الحضن المثلى كانت 30 درجة سليزية ودالة حامضية 6 كما عد الدكستروز المصدر الكاربوني المثالي الذي اعطت فيه الخميرة اعلى انتاجية للايثانول وفترة الحضن المثلى كانت ثلاثة ايام .
وتميزت العزلة كذلك من انتاج انزيم السليليز حيث كانت نتيجة النمو على وسط CMC كاربوكسي مثيل سليلوز ظهور هالة شفافة في موقع نمو الخميرة تشير الى تحلل السليلوز في منطقة الهالة نتيجة افراز الانزيم المحلل للسليلوز كما تميزت هذه العزلة بقابلية عالية على امتصاص الصبغات الكيميائية من الاوساط السائلة مما يفتح افاق جديدة في مجال تنقية المياه من الملوثات .
هدف لدراسة هو انتاج الايثانول الحياتي , وانزيم السليلز من الخميرة C. tropicalis وتقييم امكانية استخدام هذه الخميرة في ازالة الملوثات من البيئة المائية.
Received 10/11/2021
Accepted 26/7/2022
Published Online First 20/1/2023
المراجع
Nigam PS, Singh A. Production of liquid biofuels from renewable resources. Prog Energy Combust Sci. 2011; 37: 52-68.
Hajar S, Azhar M, Abdulla R, Jambo S, Marbawi H, Gansau J, et al . Yeasts in sustainable bioethanol production, A review. Bioche Biophy Rep. 2017; 10: 52-61.
.Msi Z, Nurcholis M. Molecular Identification and Potential Ethanol Production of Long-term Thermo-Tolerant Yeast Candida Tropicalis. IOP Conf. Ser: Earth Environ. Sci. 2019; 23 9: 012004. https://doi.org/10.1088/1755-1315/239/1/012004
Dien, BS, Cotta MA, Jeffries TW. Bacteria engineered for fuel ethanol production: current status. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003; 63: 258-266.
Zheng J, Negi A, Khomlaem C, Kim BS. Comparison of Bioethanol Production by Candida molischiana and Saccharomyces cerevisiae from Glucose, Cellobiose, and Cellulose. J Microbiol Biotechnol. 2019;29(6):905-912 https://doi.org/10.4014/1904.04014.
Jafar FN. Candidiasis Types, Causative Agents, and Treatment Methods. Sci J Medi Res. 2021; 5(19): 90-93.
Shari M, Sohail M. Application of Candida tropicalis MK-160fot the production of xylanase and ethanol. J King Saud Uni Sci. 2019; 31( 4):1189-1194.
Wiratno EN , Rupilu NS. Isolasi, Identifikasi Dan Produksi Etanol Khamir Indigenous Nira Siwalan (Borassus flabellifer L.) Dari Tuban, Jawa Timur. Indones J Biotechnol 2018; 6 ( 1 ).
Latifa J, Sendide K, Ettayebi K, Errachidi F, Alami O, Tahri-Jouti M, et al . Physiological deference during ethanol fermentation between calcium alginate-immobilized Candida tropicalis and Saccharomyces cerevisiae. FEMS Microbiol. Lett . 2001; 204: 375-379.
Makhuvelea R, Ncubea I, Lukas E, Rensburga J ,Coenrad D, Grangeb L. Isolation of fungi from the dung of wild herbivores for application in bioethanol production. Braz J Microbiol.2017; 48: 648–655.
Sulman S, Rehman A . Isolation and Characterization of Cellulose Degrading Candida tropicalis W2 from Environmental Samples. Pakistan J. Zool. 2013; 45(3): 809-816.
Magalhaes C, Souza-Neto M, Astolfi-Filho S, Thiago I, Matos S. Candida tropicalis able to produce yeast single-cell protein using sugarcane bagasse hemicellulosic hydrolysate as carbon source .Biotechnol. Res. Innov. 2018; 2: 19-21.
Abdulla SK, Azzo NM. Two new records of Chaetomium species isolated from soil under grapevine plantations and a checklist of the genus in Iraq. J Agric Technol.2015; 4(2): 91-103.
Ellis D, Stephan D, Helen A ,Rosmary H, Roben B. Description of medical fungi .2nd ed. Astralia . 2007 ; 23-40.
Shukla P, Vishakarma P, Gawri S. Biotechnological potential of bacterial flora from Cheend juice: alcoholic beverage from Bastar. Indian Nat Sci. 2011; 9: 62-66.
Caputi A, Ueda MT, Brown T; Spectrophotometric determination of ethanol in wine. Am J Enol. Vitic. 1968; 19: 160-165.
Tesfaw A, Oner ET, Assefa F. Optimization of ethanol production using newly isolated ethanologenic yeasts. Biochem Biophys Rep. 2021; 25:100886. https://doi.org/10.1016/j.bbrep.2020.100886
Ireri N, Hamadi BI,Wanjiru W, Kachiru R. Characterization enzymatic activity and secondary metabolites of fungal isolates from lake Sonachi in Kenya. J. Pharm. Biol Sci . 2015 ;10(2): 65-76.
Oliveira A, Cunha M. Comparision of method for detection of biofilm production by coagulase –negative Staphylococci ., BMC.Res.Notes. 2010; 3: 260.
Kim S, Lee J, Sung B. Isolation and Characterization of the stress-tolerant Candida tropicalis YHJ1 and Evaluation of Its Xylose Reductase for Xylitol Production From Acid Pre-treatment Wastewater. Front Bioeng Biotechnol. 2019; 7: 138 https://doi.org/10.3389/fbioe.2019.00138
MakhuveleIgnatious R, Ncube Elbert N, Jansen van L, Daniël R, La Grange C. Isolation of fungi from the dung of wild herbivores for application in bioethanol production. Envir.Microbio. Braz J Microbiol. 2017; 48 (4): 648–655. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.11.013
Abomughaid, MM, Isolation, and Identification of Fungi from Clinical Samples of Diabetic Patients and Studying the Anti-Fungal Activity of Some Natural Oils on Isolated Fungi; Baghdad Sci J. 2021; 18(3): 462-470.
Mussato SI, Machado EM, Carneiro LM, Teixeira JA. yme and yeast cells followed by pervaporation recovery of product – Kinetic model predictions. J Food Eng. 2007; 82: 618-625.
Rendon AR, Estradab CG, Castrillónc AA. Removal of water-soluble dye (methylene blue) by yeast Saccharomyces cerevisiae ;2020. https://repository.eafit.edu.co/bitstream/handle/10784/17083/Melissa_AcostaRendon_2020.pdf?sequence=2&isAllowed=y
Salem O, Abdelsalam A, Boroujerdi A . Bioremediation Potential of Chlorella vulgaris and Nostoc paludosum on azo Dyes with Analysis of Metabolite Changes. Baghdad Sci J. 2021; 18(3): 445-454.
Sunitha VH, Nirmala D., Srinivas C., Extracellular Enzymatic Activity of Endophytic Fungal Strains Isolated from Medicinal Plants. World J Agric Sci. 2016; 9(1): 1-9.
Touijer H, Benchemsi N, Ettayebi M, Idrissi AJ, Chaouni B, Bekkari H.Thermostable Cellulases from the Yeast Trichosporon sp., Enzyme Res 2019, ID 2790414, 6 pages. https://doi.org/10.1155/2019/2790414
Branda SS, Vik S, Friedman L, Kolter R. Biofilms: the matrix revisited. Trends Microbiol. 2015 ;13: 20. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tim.2004.11.006.
Flemming HC, Wingender J. The biofilm matrix. Nat Rev Microbiol. 2015; 8: 623–633.
Yuan L, Hansen MF, Roder HL, Wang N, Burmolle M, He G. Mixed-species biofilms in the food industry: current knowledge and novel control strategies. Crit Rev Food Sci Nutr.2020; 60: 2277–2293.
Rajasekharan SK, Ramesh S. Cellulase inhibits Burkholderia cepacia biofilms on diverse prosthetic materials. Pol J Microbiol. 2013; 62 :327–330.
التنزيلات
منشور
إصدار
القسم
الرخصة
الحقوق الفكرية (c) 2023 مجلة بغداد للعلوم
هذا العمل مرخص بموجب Creative Commons Attribution 4.0 International License.
كيفية الاقتباس
